转染，是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。随着基因与蛋白功能研究的深入，转染目前已成为实验室工作中经常涉及的基本方法。
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定义：细胞转染是指将外源分子如DNA，RNA等导入真核细胞的技术。
应用：在研究基因功能、调控基因表达、突变分析和蛋白质生产等生物学试验中。
一、转染的途径大致可分为
物理介导、化学介导和生物介导三类
物理介导：电穿孔法、显微注射和基因枪属于通过物理方法将基因导入细胞的范例。
化学介导：方法很多，如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术。
生物介导：方法有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病*介导的转染技术。
理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞*性小等优点。病*介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞*性很低的优势。
但是，病*转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。
需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。
影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态，到转染方法的操作细节，都需要考虑。
二、常规转染技术
1、瞬时转染（transienttransfection）：外源DNA/RNA不整合到宿主染色体中，因此一个宿主细胞中可存在多个拷贝数，产生高水平表达，但通常只持续几天，多用于启动子和其他调控元件的分析。
一般来说，超螺旋质粒DNA转染效率较高，在转染后24~72h小时内（依赖于各种不同的构建）分析结果，常常用到一些报告系统和荧光蛋白，β半乳糖苷酶等来帮助检测。
2、稳定转染（Stabletransfected）：外源DNA既可以整合到宿主细胞中，也可能作为一种游离体（episome）存在。
尽管线性DNA比超螺旋DNA转入量低但整合率高。外源DNA整合到染色体中概率很小，大约1/转染细胞能整合，通常需要通过一些选择性标记。如来氨丙基转移酶（APH；新霉素抗性基因），潮霉素磷酸转移酶（HPH），胸苷激酶（TK）等反复筛选，得到稳定转染的同源细胞系。
三、转染方式
细胞由带负电荷的磷脂双分子层构成，这对大分子物质来说是个不可透过的屏障，比如DNA和RNA的磷酸骨架，其也带负电荷。
为了使核酸穿过细胞膜，研究人员开发了多种技术，大致分为三类：
化学方法---利用载体分子包被核酸使其呈现中性电荷或正电荷。
生物方法---利用基因工程病*转染非病*基因到细胞中。
物理方法---在细胞膜表面产生一个瞬时的孔从而导入DNA。
然而，没有一种方法适用于所有的细胞和实验，理想的方法应根据您的细胞类型和实验需要进行选择，理想的方法应具有高转染效率，低细胞*性和对正常生理学的影响最小，并且易于使用和可重复性等特点。
化学转染方法
生物转染方法
物理转染方法
细胞转染具体实验步骤的视频：
四、部分转染方法的原理及步骤
1、阳离子脂质体介导的转染
原理：阳离子脂质体介导的转染是目前最常用的转染方式之一。阳离子脂质的基本结构由带正电荷的头基和一个或两个烃链组成，带正电荷的头基与带负电荷的核酸通过静电作用形成复合物，经细胞的内吞作用进入细胞。
实验步骤：将DNA，RNA，siRNA或寡核苷酸和转染试剂分别在不同的管中稀释→将两者混合形成混合物→将形成的混合物加入细胞中，脂质体的正电荷有助于帮助复合物粘附到细胞膜上→复合物经细胞内吞作用进入细胞→检测基因表达或沉默情况。
2、磷酸钙共沉淀
原理：将DNA与氯化钙在磷酸缓冲盐水中混合形成磷酸钙-DNA沉淀物，然后将其分散在培养的细胞上，磷酸钙促进共沉淀物中的缩合DNA与细胞表面的结合，DNA通过内吞作用进入细胞。
实验步骤：将氯化钙和DNA混合，以可控的方式加入磷酸缓冲液。→在室温下孵育，以形成极细，可溶的共沉淀微粒→将磷酸钙-DNA沉淀物加入细胞中，后者能黏附到细胞膜表面→共沉淀物经细胞内吞作用进入细胞→检测基因表达或沉默情况。
3、病*转染
原理：对于用脂质体不能实现转染的细胞，可以采用病*转染。腺病*，逆转录病*和慢病*载体已广泛用于哺乳动物细胞体内外的基因转染。
实验步骤：通过基因克隆方法获得重组病*表达载体→转染包装细胞系，扩增并分离得到重组病*颗粒→纯化并滴定病*液→转导目的细胞（含有病*特异性的受体）→从培养基中移除病*→检测基因表达或沉默情况。
4、电转
原理：利用电脉冲在细胞膜上形成暂时的孔使核酸物质能穿过孔进入细胞。
实验步骤：利用电转缓冲液重悬细胞→对含有核酸，缓冲液，细胞的混合物给予合适的电脉冲→电脉冲在细胞膜上形成电势差，诱导产生暂时的孔使核酸进入细胞→将细胞返回到生长培养基中，使其慢慢恢复→检测基因表达或沉默情况。
4、siRNA转染
RNA干扰（RNAi）现象是由与靶基因序列同源的双链RNA引发的，广泛存在于生物体内的序列特异性基因转录后的沉默过程。胞质中的核酸内切酶Dicer将dsRNA裂解成由21-25个核苷酸组成的siRNA，随后siRNA与体内蛋白结合形成RNA诱导的沉默复合物RISC，RISC与外源性基因表达的mRNA的同源区进行特异性结合，在结合部位切割mRNA，被切割后的断裂mRNA随即降解，从而阻断相应基因表达的转录后基因沉默机制。
用RNAi特异性地抑制如艾滋病病*基因、肝炎病*基因、癌基因等相关基因的过度表达，使这类基因保持在静默或休眠状态，这种技术已经成为研究基因功能的重要工具，并将在病*病、遗传性疾病和肿瘤病的治疗方面发挥重要作用。
01
siRNA储存
常规化学合成siRNA为21～23nt的双链小分子RNA，为冻干粉形式的即用型试剂，在常温不溶解的情况下可以保存至少1个月时间，放置于-20℃～-80℃保存，冻干粉可以稳定保存一年。
siRNA溶解
02
1、将装有siRNA的离心管短暂离心（转速即可），确保siRNA位于离心管底部。2、根据下表推荐的DEPC-DW(orRNase-freewater)使用量对siRNA进行溶解，DEPC水随siRNA免费提供。
3、使用移液器上下吹打3-5次(或短暂的涡旋震荡)。
4、短暂低速离心，使液体聚集于离心管的底部。5、根据实际使用需求将siRNA分成小份并贮存于-20℃(可保存一年)。为了保证最佳使用效果，反复冻融次数不要超过五次。
注：推荐使用长时间贮存（2个月以上）使用pmole/μl浓度，且冻存于–70°C。
03
siRNA转染优化
哺乳动物细胞的转染效率取决于转染细胞类型和使用的转染试剂。
转染试剂
建议在实验操作前，与转染试剂提供厂家确认细胞类型是否符合转染试剂使用范围，有无相关文献。
siRNA浓度
可选用1-nM的浓度。建议使用梯度浓度找到适合您细胞系的转染效率高、细胞*性小和基因沉默效果佳的转染条件。不同的细胞系和目的基因，需要使用的浓度可能不一样。
转染前细胞的融合率
一般建议转染前细胞融合率在30～60%。
监测转染效率建议有荧光显微镜的实验室，在实验时设置荧光标记siRNA阴性对照组监测转染效率。
注：建议每次siRNA实验设置siRNA阳性和阴性对照组，以确保实验的可控制性，便于分析问题
注：不同培养板加入的siRNA量及优化范围
siRNA转染步骤—贴壁细胞
04
示例：使用LipofectamineRNAiMAX和HeLacell用于siRNA的在6孔板上进行的转染实验。
注：请实验前确认实验使用的细胞系是否适合转染试剂。
1、转染前一天，在6孔板中每个孔内播种3.0x10^5HeLacells，每孔放2.5mL不含抗生素的生长培养基。这样在转染时会有50-60%的融合率。2、从细胞中去除生长培养基。3、加入1.5mL新鲜的不含血清的生长培养基。4、对于每个转染的孔，按照如下方法准备siRNA和LipofectamineRNAiMAX混合物。4-1、在μl的无血清生长培养基中加入pmolesiRNA，柔和混匀。
4-2、LipofectamineRNAiMAX使用前要先混匀，然后在μl生长培养基中加入5μl的LipofectamineRNAiMAX进行稀释，室温下温育5分钟。4-3、混合稀释好的siRNA和LipofectamineRNAiMAX，室温下温育20分钟。5、加入混合物到含有HeLacells的6孔板中，每孔终体积为2ML，并轻晃混匀。6、在37℃的二氧化碳培养箱中培养细胞5-6小时。7、更换含有血清的培养基并培养细胞24-48小时，直到进行基因敲除实验。
05
siRNA转染步骤—悬浮细胞
6孔板实验为例：1、转染的当天，收集细胞离心，用含FBS的培养基重悬。2、在μl的无血清生长培养基中加入pmolesiRNA，柔和混匀。3、LipofectamineRNAiMAX使用前要先混匀，然后在μl生长培养基中加入5μl的LipofectamineRNAiMAX进行稀释，室温下温育5分钟。4、混合稀释好的siRNA和LipofectamineRNAiMAX，室温下温育20分钟。5、加入1.5mL细胞悬浮液，每孔终体积为2ML，并轻晃混匀。根据细胞数量决定于细胞类型和转染后分析测试的时间。6、细胞在CO2培养箱中37℃温育24-48小时后，进行转染后的其它检测步骤。如果细胞株比较敏感，孵育5-6小时后，除去复合物，更换培养基。
siRNA沉默效果分析
06
siRNA转染细胞后，siRNA在细胞内一系列酶的作用下形成RNA诱导的沉默复合物(RNA-inducedsilencing
